заражение лабораторных животных производится с целью:
- выделения из исследуемого материала чистой культуры возбудителя болезни,
- определения вида бактерий при диагностике болезни, т.е. идентификации;
- определения вирулентности;
- испытания на эффективность вакцин и лечебных сывороток.
Заражение животных с целью выделения чистой культуры патогенного микроорганизма, вызвавшего заболевание, производят в том случае, если в исследуемом материале содержится посторонняя микрофлора, которая на питательных средах подавляет рост возбудителя. Например, при исследовании несвежего патологического материала или объектов внешней среды на наличие возбудителей сибирской язвы заражают белых мышей или морских свинок.
У зараженных животных возникает септицемия – размножение микробов в крови. Зараженные животные погибают через 1-3 суток. Чистая культура возбудителя выделяется путем посева на питательные среды крови из сердца и внутренних органов.
Для экспериментального заражения могут служить многие виды животных, но чаще используют белых мышей, морских свинок, хомяков, кроликов, реже голубей, кур, котят и др. Эти животные восприимчивы ко многим инфекционным болезням человека и животных, удобны в обращении и легко размножаются в вивариях.
Сцелью получения иммунных сывороток используют лошадей, кроликов, баранов, ослов; для приготовления вакцин против оспы, бешенства – телят, кроликов, белых мышей; контроль биологических препаратов производится на кроликах, морских свинках, белых мышах; кровь для приготовления питательных сред берут у баранов, кроликов.
При экспериментальном заражении животных изучаемый материал вводят различными путями: накожно, подкожно, внутрикожно, внутримышечно, внутривенно, внутрибрюшинно, в головной мозг и др.
Подготовка животных к заражению складывается из следующих этапов.
1. Отбор животных. Опыты проводят только на здоровых животных
2.Мелких животных метят, остальным к ушам прикрепляют бирки с номерами.
3. Подготовка места введения материала. В месте введения шерсть удаляют выщипыванием, выстриганием, выбриванием..
4. Животных фиксируют различными способами – в зависимости от вида животного и метода введения материала. Для этой цели используют специальные станки, доски-фиксаторы, ящики. В обычных условиях можно пользоваться более простыми приемами. Кроликов и морских свинок кладут спиной на стол, одной рукой держат за задние конечности, а другой обхватывают грудную клетку, вводя пальцы в подмышечные впадины.
Мышей берут за хвост левой рукой, опускают на стол, туловище быстро прижимают к столу двумя пальцами правой руки и, скользя по спине, как бы массируя ее к голове, захватывают кожу над головой, мышь слегка растягивают. Можно держать мышей одной рукой, тогда экспериментатор обходится без помощника.Инструменты должны быть стерильны
Подкожное введение материала. Двумя пальцами левой руки захватывают кожу, слегка меняют направление иглы, чтобы материал не выливался, затем вводят содержимое шприца, надавливая поршень левой рукой. По окончании введения иглу быстро извлекают, предварительно положив на нее вату, смоченную дезинфицирующим раствором. У кроликов и морских свинок подкожные инъекции удобно делать на спине и животе, у крыс и мышей – на спине, у корня хвост
Внутрикожное введение применяется значительно реже. Кожу растягивают двумя пальцами левой руки или натягивают на палец, как перчатку. Иглу вводят под острым углом отверстием кверху в поверхностный слой эпидермиса так, чтобы конец иглы просвечивался. При введении жидкости появляется пузырек, который не исчезает в течение 5 минут
При накожном способе заражения исследуемый материал втирают стеклянной палочкой в неповрежденную или скарифицированную кожу. Скарификацию (насечки) производят скальпелем или пером для оспопрививания. Материал втирают в места, недоступные для слизывания (на спине, ближе к голове).
Внутрибрюшинное заражение. Материал вводят в левую нижнюю треть живота. Животное держат вниз головой, чтобы кишечник переместился к диафрагме. Кожу прокалывают иглой под острым углом, затем устанавливают шприц под прямым углом. Толчкообразным движением прокалывают брюшную стенку и вводят содержимое шприца
Методика внутривенного заражения зависит от вида животного. У кроликов материал вводят в краевую ушную вену. После удаления шерсти вдоль наружного края уха для лучшего кровенаполнения зажимают вену у основания уха, растирают, поколачивают щелчками место введения или смазывают ксилолом. Перед введением материала сдавливание вены прекращают. Иглу вводят в вену под острым углом по направлению тока крови. При попадании иглы в вену жидкость свободно поступает в кровь при легком надавливании на поршень шприца. Если игла не в вене, жидкость поступает с трудом, образуя в месте введения вздутие. В таком случае следует извлечь иглу и ввести ее ближе к основанию уха. Перед извлечением иглы прижимают вену стерильной ватой и не снимают ее до прекращения кровотечения
Мышей и крысам материал вводят в хвостовые вены. Помощник держит мышь и сдавливает корень хвоста. Прокол вены лучше производить у основания хвоста, где сосуды расположены поверхностно или в нижней его трети, где вены шире. Во время инъекции сдавливание у корня хвоста прекращается.
Заражение субдуральное (под твердую мозговую оболочку), интрацеребральное (внутрь мозга), через пищеварительный тракт, в дыхательные пути производят в тех случаях, когда иной путь введения не вызывает у экспериментального животного типичного инфекционного процесса.
